[en] Immunological dysregulation in asthma is associated with changes in exposure to microorganisms early in life. Gammaherpesviruses (γHVs), such as Epstein-Barr virus, are widespread human viruses that establish lifelong infection and profoundly shape host immunity. Using murid herpesvirus 4 (MuHV-4), a mouse γHV, we show that after infection, lung-resident and recruited group 2 innate lymphoid cells (ILC2s) exhibit a reduced ability to expand and produce type 2 cytokines in response to house dust mites, thereby contributing to protection against asthma. In contrast, MuHV-4 infection triggers GM-CSF production by those lung ILC2s, which orders the differentiation of monocytes (Mos) into alveolar macrophages (AMs) without promoting their type 2 functions. In the context of γHV infection, ILC2s are therefore essential cells within the pulmonary niche that imprint the tissue-specific identity of Mo-derived AMs and shape their function well beyond the initial acute infection.
Disciplines :
Immunology & infectious disease
Author, co-author :
Loos, Pauline ; Université de Liège - ULiège > Département des maladies infectieuses et parasitaires (DMI) > Vaccinologie vétérinaire
Baiwir, Jérôme ; Université de Liège - ULiège > Département des maladies infectieuses et parasitaires (DMI) > Vaccinologie vétérinaire
Maquet, Céline ; Université de Liège - ULiège > Département des maladies infectieuses et parasitaires (DMI) > Vaccinologie vétérinaire
Javaux, Justine ; Université de Liège - ULiège > Département des maladies infectieuses et parasitaires (DMI) > Immunologie vétérinaire
Sandor, Rémy ; Université de Liège - ULiège > Fundamental and Applied Research for Animals and Health (FARAH) > FARAH: Santé publique vétérinaire
LALLEMAND, François ; Centre Hospitalier Universitaire de Liège - CHU > > Service médical de radiothérapie
Marichal, Thomas ; Université de Liège - ULiège > GIGA > GIGA I3 - Immunophysiology
Machiels, Bénédicte ✱; Université de Liège - ULiège > Département des maladies infectieuses et parasitaires (DMI) > Vaccinologie vétérinaire
Gillet, Laurent ✱; Université de Liège - ULiège > Département des maladies infectieuses et parasitaires (DMI) > Vaccinologie vétérinaire
✱ These authors have contributed equally to this work.
Language :
English
Title :
Dampening type 2 properties of group 2 innate lymphoid cells by a gammaherpesvirus infection reprograms alveolar macrophages.
Publication date :
24 February 2023
Journal title :
Science Immunology
eISSN :
2470-9468
Publisher :
American Association for the Advancement of Science (AAAS), United States
C. Abbafati, K. M. M. Abbas, M. Abbasi-Kangevari, F. Abd-Allah, A. Abdelalim, M. Abdollahi, I. Abdollahpour, K. H. H. Abegaz, H. Abolhassani, V. Aboyans, L. G. G. Abreu, M. R. M. R. M. Abrigo, A. Abualhasan, L. J. J. Abu-Raddad, A. I. I. Abushouk, M. Adabi, V. Adekanmbi, A. M. M. Adeoye, O. O. O. Adetokunboh, D. Adham, S. M. M. Advani, A. Afshin, G. Agarwal, S. M. K. M. K. Aghamir, A. Agrawal, T. Ahmad, K. Ahmadi, M. Ahmadi, H. Ahmadieh, M. B. B. Ahmed, T. Y. Y. Akalu, R. O. O. Akinyemi, T. Akinyemiju, B. Akombi, C. J. J. Akunna, F. Alahdab, Z. Al-Aly, K. Alam, S. Alam, T. Alam, F. M. M. Alanezi, T. M. M. Alanzi, B. W. W. Alemu, K. F. F. Alhabib, M. Ali, S. Ali, G. Alicandro, C. Alinia, V. Alipour, H. Alizade, S. M. M. Aljunid, F. Alla, P. Allebeck, A. Almasi-Hashiani, H. M. M. Al-Mekhlafi, J. Alonso, K. A. A. Altirkawi, M. Amini-Rarani, F. Amiri, D. A. A. Amugsi, R. Ancuceanu, D. Anderlini, J. A. A. Anderson, C. L. L. Andrei, T. Andrei, C. Angus, M. Anjomshoa, F. Ansari, A. Ansari-Moghaddam, I. C. C. Antonazzo, C. A. T. A. T. Antonio, C. M. M. Antony, E. Antriyandarti, D. Anvari, R. Anwer, S. C. Y. C. Y. Appiah, J. Arabloo, M. Arab-Zozani, A. Y. Y. Aravkin, F. Ariani, B. Armoon, J. Ärnlöv, A. Arzani, M. Asadi-Aliabadi, A. A. A. Asadi-Pooya, C. Ashbaugh, M. Assmus, Z. Atafar, D. D. D. Atnafu, M. M. d. W. M. d. W. Atout, F. Ausloos, M. Ausloos, B. P. P. Ayala Quintanilla, G. Ayano, M. A. A. Ayanore, S. Azari, G. Azarian, Z. N. N. Azene, A. Badawi, A. D. D. Badiye, M. A. A. Bahrami, M. H. H. Bakhshaei, A. Bakhtiari, S. M. M. Bakkannavar, A. Baldasseroni, K. Ball, S. H. H. Ballew, D. Balzi, M. Banach, S. K. K. Banerjee, A. B. B. Bante, A. G. G. Baraki, S. L. L. Barker-Collo, T. W. W. Bärnighausen, L. H. H. Barrero, C. M. M. Barthelemy, L. Barua, S. Basu, B. T. T. Baune, M. Bayati, J. S. S. Becker, N. Bedi, E. Beghi, Y. Béjot, M. L. L. Bell, F. B. B. Bennitt, I. M. M. Bensenor, K. Berhe, A. E. E. Berman, A. S. S. Bhagavathula, R. Bhageerathy, N. Bhala, D. Bhandari, K. Bhattacharyya, Z. A. A. Bhutta, A. Bijani, B. Bikbov, M. S. S. Bin Sayeed, A. Biondi, B. M. M. Birihane, C. Bisignano, R. K. K. Biswas, H. Bitew, S. Bohlouli, M. Bohluli, A. S. S. Boon-Dooley, G. Borges, A. M. M. Borzì, S. Borzouei, C. Bosetti, S. Boufous, D. Braithwaite, M. Brauer, N. J. K. J. K. Breitborde, S. Breitner, H. Brenner, P. S. S. Briant, A. N. N. Briko, N. I. I. Briko, G. B. B. Britton, D. Bryazka, B. R. R. Bumgarner, K. Burkart, R. T. T. Burnett, S. Burugina Nagaraja, Z. A. A. Butt, F. L. L. Caetano Dos Santos, L. E. E. Cahill, L. A. A. Cámera, I. R. R. Campos-Nonato, R. Cárdenas, G. Carreras, J. J. J. Carrero, F. Carvalho, J. M. M. Castaldelli-Maia, C. A. A. Castañeda-Orjuela, G. Castelpietra, F. Castro, K. Causey, C. R. R. Cederroth, K. M. M. Cercy, E. Cerin, J. S. S. Chandan, K. L. L. Chang, F. J. J. Charlson, V. K. K. Chattu, S. Chaturvedi, N. Cherbuin, O. Chimed-Ochir, D. Y. Y. Cho, J. Y. J. Y. J. Choi, H. Christensen, D. T. T. Chu, M. T. T. Chung, S. C. C. Chung, F. M. M. Cicuttini, L. G. G. Ciobanu, M. Cirillo, T. K. D. K. D. Classen, A. J. J. Cohen, K. Compton, O. R. R. Cooper, V. M. M. Costa, E. Cousin, R. G. G. Cowden, D. H. H. Cross, J. A. A. Cruz, S. M. A. M. A. Dahlawi, A. A. M. A. M. Damasceno, G. Damiani, L. Dandona, R. Dandona, W. J. J. Dangel, A. K. K. Danielsson, P. I. I. Dargan, A. M. M. Darwesh, A. Daryani, J. K. K. Das, R. Das Gupta, J. das Neves, C. A. A. Dávila-Cervantes, D. V. V. Davitoiu, D. De Leo, L. Degenhardt, M. DeLang, R. P. P. Dellavalle, F. M. M. Demeke, G. T. T. Demoz, D. G. G. Demsie, E. Denova-Gutiérrez, N. Dervenis, G. P. P. Dhungana, M. Dianatinasab, D. Dias da Silva, D. Diaz, Z. S. S. Dibaji Forooshani, S. Djalalinia, H. T. T. Do, K. Dokova, F. Dorostkar, L. Doshmangir, T. R. R. Driscoll, B. B. B. Duncan, A. R. R. Duraes, A. W. W. Eagan, D. Edvardsson, N. El Nahas, I. El Sayed, M. El Tantawi, I. Elbarazi, I. Y. Y. Elgendy, S. I. I. El-Jaafary, I. R. F. R. F. Elyazar, S. Emmons-Bell, H. E. E. Erskine, S. Eskandarieh, S. Esmaeilnejad, A. Esteghamati, K. Estep, A. Etemadi, A. E. E. Etisso, J. Fanzo, M. Farahmand, M. Fareed, R. Faridnia, A. Farioli, A. Faro, M. Faruque, F. Farzadfar, N. Fattahi, M. Fazlzadeh, V. L. L. Feigin, R. Feldman, S. M. M. Fereshtehnejad, E. Fernandes, G. Ferrara, A. J. J. Ferrari, M. L. L. Ferreira, I. Filip, F. Fischer, J. L. L. Fisher, L. S. S. Flor, N. A. A. Foigt, M. O. O. Folayan, A. A. A. Fomenkov, L. M. M. Force, M. Foroutan, R. C. C. Franklin, M. Freitas, W. Fu, T. Fukumoto, J. M. M. Furtado, M. M. M. Gad, E. Gakidou, S. Gallus, A. L. L. Garcia-Basteiro, W. M. M. Gardner, B. S. S. Geberemariyam, A. A. A. A. A. Ayalew Gebreslassie, A. Geremew, A. Gershberg Hayoon, P. W. W. Gething, M. Ghadimi, K. Ghadiri, F. Ghaffarifar, M. Ghafourifard, F. Ghamari, A. Ghashghaee, H. Ghiasvand, N. Ghith, A. Gholamian, R. Ghosh, P. S. S. Gill, T. G. G. Ginindza, G. Giussani, E. V. V. Gnedovskaya, S. Goharinezhad, S. V. V. Gopalani, G. Gorini, H. Goudarzi, A. C. C. Goulart, F. Greaves, M. Grivna, G. Grosso, M. I. M. I. M. Gubari, H. C. C. Gugnani, R. A. A. Guimarães, R. A. A. Guled, G. Guo, Y. Guo, R. Gupta, T. Gupta, B. Haddock, N. Hafezi-Nejad, A. Hafiz, A. A. Haj-Mirzaian, A. A. Haj-Mirzaian, B. J. J. Hall, I. Halvaei, R. R. R. Hamadeh, S. Hamidi, M. S. S. Hammer, G. J. J. Hankey, H. Haririan, J. M. M. Haro, A. I. I. Hasaballah, M. M. M. Hasan, E. Hasanpoor, A. Hashi, S. Hassanipour, H. Hassankhani, R. J. J. Havmoeller, S. I. I. Hay, K. Hayat, G. Heidari, R. Heidari-Soureshjani, H. J. J. Henrikson, M. E. E. Herbert, C. Herteliu, F. Heydarpour, T. R. R. Hird, H. W. W. Hoek, R. Holla, P. Hoogar, H. D. D. Hosgood, N. Hossain, M. Hosseini, M. Hosseinzadeh, M. Hostiuc, S. Hostiuc, M. Househ, M. Hsairi, V. C. R. C. R. Hsieh, G. Hu, K. Hu, T. M. M. Huda, A. Humayun, C. K. K. Huynh, B. F. F. Hwang, V. C. C. Iannucci, S. E. E. Ibitoye, N. Ikeda, K. S. S. Ikuta, O. S. S. Ilesanmi, I. M. M. Ilic, M. D. D. Ilic, L. R. R. Inbaraj, H. Ippolito, U. Iqbal, S. S. N. S. N. Irvani, C. M. S. M. S. Irvine, M. M. M. Islam, S. M. S. M. S. Islam, H. Iso, R. Q. Q. Ivers, C. J. C. C. D. C. D. C. J. Iwu, C. J. C. C. D. C. D. C. J. Iwu, I. O. O. Iyamu, J. Jaafari, K. H. H. Jacobsen, H. Jafari, M. Jafarinia, M. A. A. Jahani, M. Jakovljevic, F. Jalilian, S. L. L. James, H. Janjani, T. Javaheri, J. Javidnia, P. Jeemon, E. Jenabi, R. P. P. Jha, V. Jha, J. S. S. Ji, L. Johansson, O. John, Y. O. O. John-Akinola, C. O. O. Johnson, J. B. B. Jonas, F. Joukar, J. J. J. Jozwiak, M. Jürisson, A. Kabir, Z. Kabir, H. Kalani, R. Kalani, L. R. R. Kalankesh, R. Kalhor, T. Kanchan, N. Kapoor, B. K. K. Matin, A. Karch, M. A. A. Karim, G. M. M. Kassa, S. V. V. Katikireddi, G. A. A. Kayode, A. Kazemi Karyani, P. N. N. Keiyoro, C. Keller, L. Kemmer, P. J. J. Kendrick, N. Khalid, M. Khammarnia, E. A. A. Khan, M. Khan, K. Khatab, M. M. M. Khater, M. N. N. Khatib, M. Khayamzadeh, S. Khazaei, C. Kieling, Y. J. J. Kim, R. W. W. Kimokoti, A. Kisa, S. Kisa, M. Kivimäki, L. D. D. Knibbs, A. K. S. K. S. Knudsen, J. M. M. Kocarnik, S. Kochhar, J. A. A. Kopec, V. A. A. Korshunov, P. A. A. Koul, A. Koyanagi, M. U. G. U. G. Kraemer, K. Krishan, K. J. J. Krohn, H. Kromhout, B. Kuate Defo, G. A. A. Kumar, V. Kumar, O. P. P. Kurmi, D. Kusuma, C. La Vecchia, B. Lacey, D. K. K. Lal, R. Lalloo, T. Lallukka, F. H. H. Lami, I. Landires, J. J. J. Lang, S. M. M. Langan, A. O. O. Larsson, S. Lasrado, P. Lauriola, J. V. V. Lazarus, P. H. H. Lee, S. W. H. W. H. Lee, K. E. E. Legrand, J. Leigh, M. Leonardi, H. Lescinsky, J. Leung, M. Levi, S. Li, L. L. L. Lim, S. Linn, S. S. Liu, S. S. Liu, Y. Liu, J. Lo, A. D. D. Lopez, J. C. F. C. F. Lopez, P. D. D. Lopukhov, S. Lorkowski, P. A. A. Lotufo, A. Lu, A. Lugo, E. R. R. Maddison, P. W. W. Mahasha, M. M. M. Mahdavi, M. Mahmoudi, A. Majeed, A. Maleki, S. Maleki, R. Malekzadeh, D. C. C. Malta, A. A. A. Mamun, A. L. L. Manda, H. Manguerra, F. Mansour-Ghanaei, B. Mansouri, M. A. A. Mansournia, A. M. M. Mantilla Herrera, J. C. C. Maravilla, A. Marks, R. V. V. Martin, S. Martini, F. R. R. Martins-Melo, A. Masaka, S. Z. Z. Masoumi, M. R. R. Mathur, K. Matsushita, P. K. K. Maulik, C. McAlinden, J. J. J. McGrath, M. McKee, M. M. M. Mehndiratta, F. Mehri, K. M. M. Mehta, Z. A. A. Memish, W. Mendoza, R. G. G. Menezes, E. W. W. Mengesha, A. Mereke, S. T. T. Mereta, A. Meretoja, T. J. J. Meretoja, T. Mestrovic, B. Miazgowski, T. Miazgowski, I. M. M. Michalek, T. R. R. Miller, E. J. J. Mills, G. K. K. Mini, M. Miri, A. Mirica, E. M. M. Mirrakhimov, H. Mirzaei, M. Mirzaei, R. Mirzaei, M. Mirzaei-Alavijeh, A. T. T. Misganaw, P. Mithra, B. Moazen, D. K. K. Mohammad, Y. Mohammad, N. Mohammad Gholi Mezerji, A. Mohammadian-Hafshejani, N. Mohammadifard, R. Mohammadpourhodki, A. S. S. Mohammed, H. Mohammed, J. A. A. Mohammed, S. Mohammed, A. H. H. Mokdad, M. Molokhia, L. Monasta, M. D. D. Mooney, G. Moradi, M. Moradi, M. Moradi-Lakeh, R. Moradzadeh, P. Moraga, L. Morawska, J. Morgado-Da-Costa, S. D. D. Morrison, A. Mosapour, J. F. F. Mosser, S. Mouodi, S. M. M. Mousavi, A. M. M. Khaneghah, U. O. O. Mueller, S. Mukhopadhyay, E. C. C. Mullany, K. I. I. Musa, S. Muthupandian, A. F. F. Nabhan, M. Naderi, A. J. J. Nagarajan, G. Nagel, M. Naghavi, B. Naghshtabrizi, M. D. D. Naimzada, F. Najafi, V. Nangia, J. R. R. Nansseu, M. Naserbakht, V. C. C. Nayak, I. Negoi, J. W. W. Ngunjiri, C. T. T. Nguyen, H. L. T. L. T. Nguyen, M. Nguyen, Y. T. T. Nigatu, R. Nikbakhsh, M. R. R. Nixon, C. A. A. Nnaji, S. Nomura, B. Norrving, J. J. J. Noubiap, C. Nowak, V. Nunez-Samudio, B. Oancea, C. M. M. Odell, F. A. A. Ogbo, I. H. H. Oh, E. W. W. Okunga, M. Oladnabi, A. T. T. Olagunju, B. O. O. Olusanya, J. O. O. Olusanya, M. O. O. Omer, K. L. L. Ong, O. E. E. Onwujekwe, H. M. M. Orpana, A. Ortiz, O. Osarenotor, F. B. B. Osei, S. M. M. Ostroff, A. Otoiu, N. Otstavnov, S. S. S. Otstavnov, S. Øverland, M. O. O. Owolabi, P. A. A. Mahesh, J. R. R. Padubidri, R. Palladino, S. Panda-Jonas, A. Pandey, C. D. H. D. H. Parry, M. Pasovic, D. K. K. Pasupula, S. K. K. Patel, M. Pathak, S. B. B. Patten, G. C. C. Patton, H. P. P. Toroudi, A. E. E. Peden, A. Pennini, V. C. F. C. F. Pepito, E. K. K. Peprah, D. M. M. Pereira, K. Pesudovs, H. Q. Q. Pham, M. R. R. Phillips, C. Piccinelli, T. M. M. Pilz, M. A. A. Piradov, M. Pirsaheb, D. Plass, S. Polinder, K. R. R. Polkinghorne, C. D. D. Pond, M. J. J. Postma, H. Pourjafar, F. Pourmalek, A. Poznañska, S. I. I. Prada, V. Prakash, D. R. A. R. A. Pribadi, E. Pupillo, Z. Q. Q. Syed, M. Rabiee, N. Rabiee, A. Radfar, A. Rafiee, A. Raggi, M. A. A. Rahman, A. Rajabpour-Sanati, F. Rajati, I. Rakovac, P. Ram, K. Ramezanzadeh, C. L. L. Ranabhat, P. C. C. Rao, S. J. J. Rao, V. Rashedi, P. Rathi, D. L. L. Rawaf, S. Rawaf, L. Rawal, R. Rawassizadeh, R. Rawat, C. Razo, S. B. B. Redford, R. C. C. Reiner, M. B. B. Reitsma, G. Remuzzi, V. Renjith, A. M. N. M. N. Renzaho, S. Resnikoff, N. N. Rezaei, N. N. Rezaei, A. Rezapour, P. A. A. Rhinehart, S. M. M. Riahi, D. C. D. C. Ribeiro, D. C. D. C. Ribeiro, J. Rickard, J. A. A. Rivera, N. L. S. L. S. Roberts, S. Rodríguez-Ramírez, L. Roever, L. Ronfani, R. Room, G. Roshandel, G. A. A. Roth, D. Rothenbacher, E. Rubagotti, G. M. M. Rwegerera, S. Sabour, P. S. S. Sachdev, B. Saddik, E. Sadeghi, M. Sadeghi, R. Saeedi, S. Saeedi Moghaddam, Y. Safari, S. Safi, S. Safiri, R. Sagar, A. Sahebkar, S. M. M. Sajadi, N. Salam, P. Salamati, H. Salem, M. R. R. Salem, H. Salimzadeh, O. M. M. Salman, J. A. A. Salomon, Z. Samad, H. Samadi Kafil, E. Z. Z. Sambala, A. M. M. Samy, J. Sanabria, T. G. G. Sánchez-Pimienta, D. F. F. Santomauro, I. S. S. Santos, J. V. V. Santos, M. M. M. Santric-Milicevic, S. Y. I. Y. I. Saraswathy, R. Sarmiento-Suárez, N. Sarrafzadegan, B. Sartorius, A. Sarveazad, B. Sathian, T. Sathish, D. Sattin, S. Saxena, L. E. E. Schaeffer, S. Schiavolin, M. P. P. Schlaich, M. I. I. Schmidt, A. E. E. Schutte, D. C. C. Schwebel, F. Schwendicke, A. M. M. Senbeta, S. Senthilkumaran, S. G. G. Sepanlou, B. Serdar, M. L. L. Serre, J. Shadid, O. Shafaat, S. Shahabi, A. A. A. Shaheen, M. A. A. Shaikh, A. S. S. Shalash, M. Shams-Beyranvand, M. Shamsizadeh, K. Sharafi, A. Sheikh, A. Sheikhtaheri, K. Shibuya, K. D. D. Shield, M. Shigematsu, J. I. Il Shin, M. J. J. Shin, R. Shiri, R. Shirkoohi, K. Shuval, S. Siabani, R. Sierpinski, I. D. D. Sigfusdottir, R. Sigurvinsdottir, J. P. P. Silva, K. E. E. Simpson, J. A. A. Singh, P. Singh, E. Skiadaresi, S. T. T. Skou, V. Y. Y. Skryabin, E. U. R. U. R. Smith, A. Soheili, S. Soltani, M. Soofi, R. J. D. J. D. Sorensen, J. B. B. Soriano, M. B. B. Sorrie, S. Soshnikov, I. N. N. Soyiri, C. N. N. Spencer, A. Spotin, C. T. T. Sreeramareddy, V. Srinivasan, J. D. D. Stanaway, C. Stein, D. J. J. Stein, C. Steiner, L. Stockfelt, M. A. A. Stokes, K. Straif, J. L. L. Stubbs, M. B. B. Sufiyan, H. A. R. A. R. Suleria, R. Suliankatchi Abdulkader, G. Sulo, I. Sultan, R. Tabarés-Seisdedos, K. M. M. Tabb, T. Tabuchi, A. Taherkhani, M. Tajdini, K. Takahashi, J. S. S. Takala, A. T. T. Tamiru, N. Taveira, A. Tehrani-Banihashemi, M. H. H. Temsah, G. A. A. Tesema, Z. T. T. Tessema, G. D. D. Thurston, M. V. V. Titova, H. R. R. Tohidinik, M. Tonelli, R. Topor-Madry, F. Topouzis, A. E. E. Torre, M. Touvier, M. R. R. Tovani-Palone, B. X. X. Tran, R. Travillian, A. Tsatsakis, L. T. T. Tudor Car, S. Tyrovolas, R. Uddin, C. D. D. Umeokonkwo, B. Unnikrishnan, E. Upadhyay, M. Vacante, P. R. R. Valdez, A. van Donkelaar, T. J. J. Vasankari, Y. Vasseghian, Y. Veisani, N. Venketasubramanian, F. S. S. Violante, V. Vlassov, S. E. E. Vollset, T. Vos, R. Vukovic, Y. Waheed, M. T. T. Wallin, Y. P. Y. Y. P. Wang, Y. P. Y. Y. P. Wang, A. Watson, J. Wei, M. Y. W. Y. W. Wei, R. G. G. Weintraub, J. Weiss, A. Werdecker, J. J. J. West, R. Westerman, J. L. L. Whisnant, H. A. A. Whiteford, K. E. E. Wiens, C. D. A. D. A. Wolfe, S. S. S. Wozniak, A. M. M. Wu, J. Wu, S. Wulf Hanson, G. Xu, R. Xu, S. Yadgir, S. H. H. Yahyazadeh Jabbari, K. Yamagishi, M. Yaminfirooz, Y. Yano, S. Yaya, V. Yazdi-Feyzabadi, T. Y. Y. Yeheyis, C. S. S. Yilgwan, M. T. T. Yilma, P. Yip, N. Yonemoto, M. Z. Z. Younis, T. P. P. Younker, B. Yousefi, Z. Yousefi, T. Yousefinezhadi, A. Y. Y. Yousuf, C. Yu, H. Yusefzadeh, T. Z. Z. Moghadam, M. Zamani, M. Zamanian, H. Zandian, M. S. S. Zastrozhin, Y. Zhang, Z. J. J. Zhang, J. T. T. Zhao, X. J. G. J. G. Zhao, Y. Zhao, P. Zheng, M. Zhou, K. Davletov, S. E. E. Karimi, S. Mondello, C. J. L. J. L. Murray, Global burden of 369 diseases and injuries in 204 countries and territories, 1990–2019: A systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2019. Lancet 396, 1204–1222 (2020).
H. Hammad, B. N. Lambrecht, The basic immunology of asthma. Cell 184, 2521–2522 (2021).
W. W. Busse, R. F. Lemanske Jr., J. E. Gern, Role of viral respiratory infections in asthma and asthma exacerbations. Lancet 376, 826–834 (2010).
T. Jartti, J. E. Gern, Role of viral infections in the development and exacerbation of asthma in children. J. Allergy Clin. Immunol. 140, 895–906 (2017).
M. J. Schuijs, M. A. Willart, K. Vergote, D. Gras, K. Deswarte, M. J. Ege, F. B. Madeira, R. Beyaert, G. van Loo, F. Bracher, E. von Mutius, P. Chanez, B. N. Lambrecht, H. Hammad, Farm dust and endotoxin protect against allergy through A20 induction in lung epithelial cells. Science 349, 1106–1110 (2015).
B. N. Lambrecht, H. Hammad, The immunology of the allergy epidemic and the hygiene hypothesis. Nat. Immunol. 18, 1076–1083 (2017).
E. Haspeslagh, I. Heyndrickx, H. Hammad, B. N. Lambrecht, The hygiene hypothesis: Immunological mechanisms of airway tolerance. Curr. Opin. Immunol. 54, 102–108 (2018).
S. Saghafian-Hedengren, E. Sverremark-Ekstrom, A. Linde, G. Lilja, C. Nilsson, Early-life EBV infection protects against persistent IgE sensitization. J. Allergy Clin. Immunol. 125, 433–438 (2010).
B. Machiels, M. Dourcy, X. Xiao, J. Javaux, C. Mesnil, C. Sabatel, D. Desmecht, F. Lallemand, P. Martinive, H. Hammad, M. Guilliams, B. Dewals, A. Vanderplasschen, B. N. Lambrecht, F. Bureau, L. Gillet, A gammaherpesvirus provides protection against allergic asthma by inducing the replacement of resident alveolar macrophages with regulatory monocytes. Nat. Immunol. 18, 1310–1320 (2017).
D. Artis, H. Spits, The biology of innate lymphoid cells. Nature 517, 293–301 (2015).
M. Colonna, Innate lymphoid cells: Diversity, plasticity, and unique functions in immunity. Immunity 48, 1104–1117 (2018).
M. E. Kotas, R. M. Locksley, Why innate lymphoid cells? Immunity 48, 1081–1090 (2018).
B. C. Mindt, J. H. Fritz, C. U. Duerr, Group 2 innate lymphoid cells in pulmonary immunity and tissue homeostasis. Front. Immunol. 9, 840 (2018).
D. R. Neill, S. H. Wong, A. Bellosi, R. J. Flynn, M. Daly, T. K. A. Langford, C. Bucks, C. M. Kane, P. G. Fallon, R. Pannell, H. E. Jolin, A. N. J. McKenzie, Nuocytes represent a new innate effector leukocyte that mediates type-2 immunity. Nature 464, 1367–1370 (2010).
B. Pulendran, D. Artis, New paradigms in type 2 immunity. Science 337, 431–435 (2012).
M. W. Dahlgren, A. B. Molofsky, All along the watchtower: Group 2 innate lymphoid cells in allergic responses. Curr. Opin. Immunol. 54, 13–19 (2018).
J. C. Nussbaum, S. J. Van Dyken, J. von Moltke, L. E. Cheng, A. Mohapatra, A. B. Molofsky, E. E. Thornton, M. F. Krummel, A. Chawla, H. E. Liang, R. M. Locksley, Type 2 innate lymphoid cells control eosinophil homeostasis. Nature 502, 245–248 (2013).
B. N. Lambrecht, H. Hammad, The immunology of asthma. Nat. Immunol. 16, 45–56 (2015).
H. Hammad, B. N. Lambrecht, Barrier epithelial cells and the control of type 2 immunity. Immunity 43, 29–40 (2015).
T. Y. F. Halim, C. A. Steer, L. Mathä, M. J. Gold, I. Martinez-Gonzalez, K. M. McNagny, A. N. J. McKenzie, F. Takei, Group 2 innate lymphoid cells are critical for the initiation of adaptive T helper 2 cell-mediated allergic lung inflammation. Immunity 40, 425–435 (2014).
P. Licona-Limon, L. K. Kim, N. W. Palm, R. A. Flavell, TH2, allergy and group 2 innate lymphoid cells. Nat. Immunol. 14, 536–542 (2013).
C. A. Christianson, N. P. Goplen, I. Zafar, C. Irvin, J. T. Good Jr., D. R. Rollins, B. Gorentla, W. Liu, M. M. Gorska, H. Chu, R. J. Martin, R. Alam, Persistence of asthma requires multiple feedback circuits involving type 2 innate lymphoid cells and IL-33. J. Allergy Clin. Immunol. 136, 59–68.e14 (2015).
M. J. Gold, F. Antignano, T. Y. F. Halim, J. A. Hirota, M. R. Blanchet, C. Zaph, F. Takei, K. M. McNagny, Group 2 innate lymphoid cells facilitate sensitization to local, but not systemic, TH2-inducing allergen exposures. J. Allergy Clin. Immunol. 133, 1142–1148.e5 (2014).
T. Y. F. Halim, Y. Y. Hwang, S. T. Scanlon, H. Zaghouani, N. Garbi, P. G. Fallon, A. N. J. McKenzie, Group 2 innate lymphoid cells license dendritic cells to potentiate memory TH2 cell responses. Nat. Immunol. 17, 57–64 (2016).
M. M. Fort, J. Cheung, D. Yen, J. Li, S. M. Zurawski, S. Lo, S. Menon, T. Clifford, B. Hunte, R. Lesley, T. Muchamuel, S. D. Hurst, G. Zurawski, M. W. Leach, D. M. Gorman, D. M. Rennick, IL-25 induces IL-4, IL-5, and IL-13 and TH2-associated pathologies in vivo. Immunity 15, 985–995 (2001).
T. Y. F. Halim, R. H. Krauss, A. C. Sun, F. Takei, Lung natural helper cells are a critical source of TH2 cell-type cytokines in protease allergen-induced airway inflammation. Immunity 36, 451–463 (2012).
C. S. N. Klose, T. Mahlakõiv, J. B. Moeller, L. C. Rankin, A. L. Flamar, H. Kabata, L. A. Monticelli, S. Moriyama, G. G. Putzel, N. Rakhilin, X. Shen, E. Kostenis, G. M. König, T. Senda, D. Carpenter, D. L. Farber, D. Artis, The neuropeptide neuromedin U stimulates innate lymphoid cells and type 2 inflammation. Nature 549, 282–286 (2017).
V. Cardoso, J. Chesné, H. Ribeiro, B. García-Cassani, T. Carvalho, T. Bouchery, K. Shah, N. L. Barbosa-Morais, N. Harris, H. Veiga-Fernandes, Neuronal regulation of type 2 innate lymphoid cells via neuromedin U. Nature 549, 277–281 (2017).
J. von Moltke, C. E. O’Leary, N. A. Barrett, Y. Kanaoka, K. F. Austen, R. M. Locksley, Leukotrienes provide an NFAT-dependent signal that synergizes with IL-33 to activate ILC2s. J. Exp. Med. 214, 27–37 (2017).
P. Sui, D. L. Wiesner, J. Xu, Y. Zhang, J. Lee, S. Van Dyken, A. Lashua, C. Yu, B. S. Klein, R. M. Locksley, G. Deutsch, X. Sun, Pulmonary neuroendocrine cells amplify allergic asthma responses. Science 360, eaan8546 (2018).
W. Fonseca, N. W. Lukacs, S. Elesela, C.-A. Malinczak, Role of ILC2 in viral-induced lung pathogenesis. Front. Media Immunol. 12, 675169 (2021).
M. Killig, T. Glatzer, C. Romagnani, Recognition strategies of group 3 innate lymphoid cells. Front. Immunol. 5, 142 (2014).
A. B. Molofsky, J. C. Nussbaum, H.-E. Liang, S. J. Van Dyken, L. E. Cheng, A. Mohapatra, A. Chawla, R. M. Locksley, Innate lymphoid type 2 cells sustain visceral adipose tissue eosinophils and alternatively activated macrophages. J. Exp. Med. 210, 535–549 (2013).
P. Zeis, M. Lian, X. Fan, J. S. Herman, D. C. Hernandez, R. Gentek, S. Elias, C. Symowski, K. Knöpper, N. Peltokangas, C. Friedrich, R. Doucet-Ladeveze, A. M. Kabat, R. M. Locksley, D. Voehringer, M. Bajenoff, A. Y. Rudensky, C. Romagnani, D. Grün, G. Gasteiger, In situ maturation and tissue adaptation of type 2 innate lymphoid cell progenitors. Immunity 53, 775–792.e9 (2020).
Y. Huang, K. Mao, X. Chen, M.-A. Sun, T. Kawabe, W. Li, N. Usher, J. Zhu, J. F. Urban Jr., W. E. Paul, R. N. Germain, S1P-dependent interorgan trafficking of group 2 innate lymphoid cells supports host defense. Science 359, 114–119 (2018).
S. M. Bal, J. H. Bernink, M. Nagasawa, J. Groot, M. M. Shikhagaie, K. Golebski, C. M. Van Drunen, R. Lutter, R. E. Jonkers, P. Hombrink, M. Bruchard, J. Villaudy, J. M. Munneke, W. Fokkens, J. S. Erjefält, H. Spits, X. R. Ros, IL-1β, IL-4 and IL-12 control the fate of group 2 innate lymphoid cells in human airway inflammation in the lungs. Nat. Immunol. 17, 636–645 (2016).
J. S. Silver, J. Kearley, A. M. Copenhaver, C. Sanden, M. Mori, L. Yu, G. H. Pritchard, A. A. Berlin, C. A. Hunter, R. Bowler, J. S. Erjefält, R. Kolbeck, A. A. Humbles, Inflammatory triggers associated with exacerbations of COPD orchestrate plasticity of group 2 innate lymphoid cells in the lungs. Nat. Immunol. 17, 626–635 (2016).
C. Rajput, T. Cui, M. Han, J. Lei, J. L. Hinde, Q. Wu, J. K. Bentley, M. B. Hershenson, RORαdependent type 2 innate lymphoid cells are required and sufficient for mucous metaplasia in immature mice. Am. J. Physiol. Lung Cell. Mol. Physiol. 312, L983–L993 (2017).
S. Taylor, Y. Huang, G. Mallett, C. Stathopoulou, T. C. Felizardo, M.-A. Sun, E. L. Martin, N. Zhu, E. L. Woodward, M. S. Elias, J. Scott, N. J. Reynolds, W. E. Paul, D. H. Fowler, S. Amarnath, PD-1 regulates KLRG1+ group 2 innate lymphoid cells. J. Exp. Med. 214, 1663–1678 (2017).
T. Hoyler, C. S. N. Klose, A. Souabni, A. Turqueti-Neves, D. Pfeifer, E. L. Rawlins, D. Voehringer, M. Busslinger, A. Diefenbach, The transcription factor GATA-3 controls cell fate and maintenance of type 2 innate lymphoid cells. Immunity 37, 634–648 (2012).
C. Holmes, W. L. Stanford, Concise review: Stem cell antigen-1: Expression, function, and enigma. Stem Cells 25, 1339–1347 (2007).
K. Moro, H. Kabata, M. Tanabe, S. Koga, N. Takeno, M. Mochizuki, K. Fukunaga, K. Asano, T. Betsuyaku, S. Koyasu, Interferon and IL-27 antagonize the function of group 2 innate lymphoid cells and type 2 innate immune responses. Nat. Immunol. 17, 76–86 (2016).
A. B. Molofsky, F. Van Gool, H. E. Liang, S. J. Van Dyken, J. C. Nussbaum, J. Lee, J. A. Bluestone, R. M. Locksley, Interleukin-33 and interferon-γ counter-regulate group 2 innate lymphoid cell activation during immune perturbation. Immunity 43, 161–174 (2015).
E. S. Barton, D. W. White, J. S. Cathelyn, K. A. Brett-McClellan, M. Engle, M. S. Diamond, V. L. Miller, H. W. Virgin IV, Herpesvirus latency confers symbiotic protection from bacterial infection. Nature 447, 326–329 (2007).
C. Maquet, J. Baiwir, P. Loos, L. Rodriguez-Rodriguez, J. Javaux, R. Sandor, F. Perin, P. G. Fallon, M. Mack, D. Cataldo, L. Gillet, B. Machiels, Ly6Chi monocytes balance regulatory and cytotoxic CD4 T cell responses to control virus-induced immunopathology. Sci. Immunol. 7, eabn3240 (2022).
D. G. Helou, P. Shafiei-Jahani, R. Lo, E. Howard, B. P. Hurrell, L. Galle-Treger, J. D. Painter, G. Lewis, P. Soroosh, A. H. Sharpe, O. Akbari, PD-1 pathway regulates ILC2 metabolism and PD-1 agonist treatment ameliorates airway hyperreactivity. Nat. Commun. 11, 3998 (2020).
P. Fowler, S. Marques, J. P. Simas, S. Efstathiou, ORF73 of murine herpesvirus-68 is critical for the establishment and maintenance of latency. J. Gen. Virol. 84, 3405–3416 (2003).
M. W. Dahlgren, S. W. Jones, K. M. Cautivo, A. Dubinin, J. F. Ortiz-Carpena, S. Farhat, K. S. Yu, K. Lee, C. Wang, A. B. A. V. Molofsky, A. D. Tward, M. F. Krummel, T. Peng, A. B. A. V. Molofsky, Adventitial stromal cells define group 2 innate lymphoid cell tissue niches. Immunity 50, 707–722.e6 (2019).
L. A. Monticelli, G. F. Sonnenberg, M. C. Abt, T. Alenghat, C. G. Ziegler, T. A. Doering, J. M. Angelosanto, B. J. Laidlaw, C. Y. Yang, T. Sathaliyawala, M. Kubota, D. Turner, J. M. Diamond, A. W. Goldrath, D. L. Farber, R. G. Collman, E. J. Wherry, D. Artis, Innate lymphoid cells promote lung-tissue homeostasis after infection with influenza virus. Nat. Immunol. 12, 1045–1054 (2011).
G. La Manno, R. Soldatov, A. Zeisel, E. Braun, H. Hochgerner, V. Petukhov, K. Lidschreiber, M. E. Kastriti, P. Lönnerberg, A. Furlan, J. Fan, L. E. Borm, Z. Liu, D. van Bruggen, J. Guo, X. He, R. Barker, E. Sundström, G. Castelo-Branco, P. Cramer, I. Adameyko, S. Linnarsson, P. V. Kharchenko, RNA velocity of single cells. Nature 560, 494–498 (2018).
J. Kim, Y. Chang, B. Bae, K. H. Sohn, S. H. Cho, D. H. Chung, H. R. Kang, H. Y. Kim, Innate immune crosstalk in asthmatic airways: Innate lymphoid cells coordinate polarization of lung macrophages. J. Allergy Clin. Immunol. 143, 1769–1782.e11 (2019).
S. Saluzzo, A. D. Gorki, B. M. J. Rana, R. Martins, S. Scanlon, P. Starkl, K. Lakovits, A. Hladik, A. Korosec, O. Sharif, J. M. Warszawska, H. Jolin, I. Mesteri, A. N. J. McKenzie, S. Knapp, First-breath-induced type 2 pathways shape the lung immune environment. Cell Rep. 18, 1893–1905 (2017).
R. Browaeys, W. Saelens, Y. Saeys, NicheNet: Modeling intercellular communication by linking ligands to target genes. Nat. Methods 17, 159–162 (2020).
M. Guilliams, I. De Kleer, S. Henri, S. Post, L. Vanhoutte, S. De Prijck, K. Deswarte, B. Malissen, H. Hammad, B. N. Lambrecht, Alveolar macrophages develop from fetal monocytes that differentiate into long-lived cells in the first week of life via GM-CSF. J. Exp. Med. 210, 1977–1992 (2013).
A. D. Luster, P. Leder, IP-10, a -C-X-C- chemokine, elicits a potent thymus-dependent antitumor response in vivo. J. Exp. Med. 178, 1057–1065 (1993).
D. D. Taub, A. R. Lloyd, K. Conlon, J. M. Wang, J. R. Ortaldo, A. Harada, K. Matsushima, D. J. Kelvin, J. J. Oppenheim, Recombinant human interferon-inducible protein 10 is a chemoattractant for human monocytes and T lymphocytes and promotes T cell adhesion to endothelial cells. J. Exp. Med. 177, 1809–1814 (1993).
Y. Dong, A. A. Arif, J. Guo, Z. Ha, S. S. M. Lee-Sayer, G. F. T. Poon, M. Dosanjh, C. D. Roskelley, T. Huan, P. Johnson, CD44 loss disrupts lung lipid surfactant homeostasis and exacerbates oxidized lipid-induced lung inflammation. Front. Immunol. 11, 29 (2020).
C. J. Oliphant, Y. Y. Hwang, J. A. Walker, M. Salimi, S. H. Wong, J. M. Brewer, A. Englezakis, J. L. Barlow, E. Hams, S. T. Scanlon, G. S. Ogg, P. G. Fallon, A. N. J. McKenzie, MHCII-mediated dialog between group 2 innate lymphoid cells and CD4+ T cells potentiates type 2 immunity and promotes parasitic helminth expulsion. Immunity 41, 283–295 (2014).
F. R. Svedberg, S. L. Brown, M. Z. Krauss, L. Campbell, C. Sharpe, M. Clausen, G. J. Howell, H. Clark, J. Madsen, C. M. Evans, T. E. Sutherland, A. C. Ivens, D. J. Thornton, R. K. Grencis, T. Hussell, D. M. Cunoosamy, P. C. Cook, A. S. MacDonald, The lung environment controls alveolar macrophage metabolism and responsiveness in type 2 inflammation. Nat. Immunol. 20, 571–580 (2019).
J. Beale, A. Jayaraman, D. J. Jackson, J. D. R. Macintyre, M. R. Edwards, R. P. Walton, J. Zhu, Y. M. Ching, B. Shamji, M. Edwards, J. Westwick, D. J. Cousins, Y. Y. Hwang, A. McKenzie, S. L. Johnston, N. W. Bartlett, Rhinovirus-induced IL-25 in asthma exacerbation drives type 2 immunity and allergic pulmonary inflammation. Sci. Transl. Med. 6, 256ra134 (2014).
M. T. Stier, M. H. Bloodworth, S. Toki, D. C. Newcomb, K. Goleniewska, K. L. Boyd, M. Quitalig, A. L. Hotard, M. L. Moore, T. V. Hartert, B. Zhou, A. N. McKenzie, R. S. Peebles, Respiratory syncytial virus infection activates IL-13–producing group 2 innate lymphoid cells through thymic stromal lymphopoietin. J. Allergy Clin. Immunol. 138, 814–824.e11 (2016).
B. W. S. S. Li, M. J. W. W. de Bruijn, M. Lukkes, M. van Nimwegen, I. M. Bergen, A. KleinJan, C. H. GeurtsvanKessel, A. Andeweg, G. F. Rimmelzwaan, R. W. Hendriks, B. W. S. Li, M. J. W. de Bruijn, M. Lukkes, M. van Nimwegen, I. M. Bergen, A. KleinJan, C. H. GeurtsvanKessel, A. Andeweg, G. F. Rimmelzwaan, R. W. Hendriks, B. W. S. S. Li, M. J. W. W. de Bruijn, M. Lukkes, M. van Nimwegen, I. M. Bergen, A. KleinJan, C. H. GeurtsvanKessel, A. Andeweg, G. F. Rimmelzwaan, R. W. Hendriks, B. W. S. Li, M. J. W. de Bruijn, M. Lukkes, M. van Nimwegen, I. M. Bergen, A. KleinJan, C. H. GeurtsvanKessel, A. Andeweg, G. F. Rimmelzwaan, R. W. Hendriks, B. W. S. S. Li, M. J. W. W. de Bruijn, M. Lukkes, M. van Nimwegen, I. M. Bergen, A. KleinJan, C. H. GeurtsvanKessel, A. Andeweg, G. F. Rimmelzwaan, R. W. Hendriks, T cells and ILC2s are major effector cells in influenza-induced exacerbation of allergic airway inflammation in mice. Eur. J. Immunol. 31, 144–156 (2019).
K. R. Bartemes, G. M. Kephart, S. J. Fox, H. Kita, Enhanced innate type 2 immune response in peripheral blood from patients with asthma. J. Allergy Clin. Immunol. 134, 671–678.e4 (2014).
M. M. Miller, P. S. Patel, K. Bao, T. Danhorn, B. P. O’Connor, R. L. Reinhardt, BATF acts as an essential regulator of IL-25–responsive migratory ILC2 cell fate and function. Sci. Immunol. 5, eaay3994 (2020).
E. Boberg, K. Johansson, C. Malmhäll, J. Weidner, M. Rådinger, House dust mite induces bone marrow IL-33 responsive ILC2S and TH cells. Int. J. Mol. Sci. 21, 3751 (2020).
C. U. Duerr, C. D. McCarthy, B. C. Mindt, M. Rubio, A. P. Meli, J. Pothlichet, M. M. Eva, J. F. Gauchat, S. T. Qureshi, B. D. Mazer, K. L. Mossman, D. Malo, A. M. Gamero, S. M. Vidal, I. L. King, M. Sarfati, J. H. Fritz, Type I interferon restricts type 2 immunopathology through the regulation of group 2 innate lymphoid cells. Nat. Immunol. 17, 65–75 (2016).
D. Califano, Y. Furuya, S. Roberts, D. Avram, A. N. J. McKenzie, D. W. Metzger, IFN-γ increases susceptibility to influenza A infection through suppression of group II innate lymphoid cells. Mucosal Immunol. 11, 209–219 (2018).
Y. Ohne, J. S. Silver, L. Thompson-Snipes, M. A. Collet, J. P. Blanck, B. L. Cantarel, A. M. Copenhaver, A. A. Humbles, Y.-J. Liu, IL-1 is a critical regulator of group 2 innate lymphoid cell function and plasticity. Nat. Immunol. 17, 646–655 (2016).
F. Li, F. Piattini, L. Pohlmeier, Q. Feng, H. Rehrauer, M. Kopf, Monocyte-derived alveolar macrophages autonomously determine severe outcome of respiratory viral infection. Sci. Immunol. 7, eabj5761 (2022).
M. G. Netea, L. A. B. Joosten, Trained immunity and local innate immune memory in the lung. Cell 175, 1463–1465 (2018).
M. G. Netea, L. A. Joosten, E. Latz, K. H. Mills, G. Natoli, H. G. Stunnenberg, L. A. O’Neill, R. J. Xavier, Trained immunity: A program of innate immune memory in health and disease. Science 352, aaf1098 (2016).
H. Schlums, F. Cichocki, B. Tesi, J. Theorell, V. Beziat, T. D. Holmes, H. Han, S. C. C. Chiang, B. Foley, K. Mattsson, S. Larsson, M. Schaffer, K. J. Malmberg, H. G. Ljunggren, J. S. Miller, Y. T. Bryceson, Cytomegalovirus infection drives adaptive epigenetic diversification of NK cells with altered signaling and effector function. Immunity 42, 443–456 (2015).
R. Stadhouders, B. W. S. Li, M. J. W. de Bruijn, A. Gomez, T. N. Rao, H. J. Fehling, W. F. J. van IJcken, A. I. Lim, J. P. Di Santo, T. Graf, R. W. Hendriks, Epigenome analysis links gene regulatory elements in group 2 innate lymphocytes to asthma susceptibility. J. Allergy Clin. Immunol. 142, 1793–1807 (2018).
Y. Lavin, D. Winter, R. Blecher-Gonen, E. David, H. Keren-Shaul, M. Merad, S. Jung, I. Amit, Tissue-resident macrophage enhancer landscapes are shaped by the local microenvironment. Cell 159, 1312–1326 (2014).
D. Gosselin, V. M. Link, C. E. Romanoski, G. J. Fonseca, D. Z. Eichenfield, N. J. Spann, J. D. Stender, H. B. Chun, H. Garner, F. Geissmann, C. K. Glass, Environment drives selection and function of enhancers controlling tissue-specific macrophage identities. Cell 159, 1327–1340 (2014).
M. Cohen, A. Giladi, A.-D. Gorki, D. G. Solodkin, M. Zada, A. Hladik, A. Miklosi, T.-M. Salame, K. B. Halpern, E. David, S. Itzkovitz, T. Harkany, S. Knapp, I. Amit, Lung single-cell signaling interaction map reveals basophil role in macrophage imprinting. Cell 175, 1031–1044.e18 (2018).
M. Guilliams, G. R. Thierry, J. Bonnardel, M. Bajenoff, Establishment and maintenance of the macrophage niche. Immunity 52, 434–451 (2020).
L. van de Laar, W. Saelens, S. De Prijck, L. Martens, C. L. Scott, G. Van Isterdael, E. Hoffmann, R. Beyaert, Y. Saeys, B. N. Lambrecht, M. Guilliams, Yolk sac macrophages, fetal liver, and adult monocytes can colonize an empty niche and develop into functional tissue-resident macrophages. Immunity 44, 755–768 (2016).
C. Schneider, S. P. Nobs, M. Kurrer, H. Rehrauer, C. Thiele, M. Kopf, Induction of the nuclear receptor PPAR-γ by the cytokine GM-CSF is critical for the differentiation of fetal monocytes into alveolar macrophages. Nat. Immunol. 15, 1026–1037 (2014).
J. Gschwend, S. P. M. Sherman, F. Ridder, X. Feng, H.-E. E. Liang, R. M. Locksley, B. Becher, C. Schneider, Alveolar macrophages rely on GM-CSF from alveolar epithelial type 2 cells before and after birth. J. Exp. Med. 218, e20210745 (2021).
F. M. Lang, K. M. C. Lee, J. R. Teijaro, B. Becher, J. A. Hamilton, GM-CSF-based treatments in COVID-19: Reconciling opposing therapeutic approaches. Nat. Rev. Immunol. 20, 507–514 (2020).
C. Bosteels, K. F. A. Van Damme, E. De Leeuw, J. Declercq, B. Maes, V. Bosteels, L. Hoste, L. Naesens, N. Debeuf, J. Deckers, B. Cole, M. Pardons, D. Weiskopf, A. Sette, Y. Vande Weygaerde, T. Malfait, S. J. Vandecasteele, I. K. Demedts, H. Slabbynck, S. Allard, P. Depuydt, E. Van Braeckel, J. De Clercq, L. Martens, S. Dupont, R. Seurinck, N. Vandamme, F. Haerynck, D. F. Roychowdhury, L. Vandekerckhove, M. Guilliams, S. J. Tavernier, B. N. Lambrecht, Loss of GM-CSF-dependent instruction of alveolar macrophages in COVID-19 provides a rationale for inhaled GM-CSF treatment. Cell Rep. Med. 3, 100833 (2022).
H. Adler, M. Messerle, M. Wagner, U. H. Koszinowski, Cloning and mutagenesis of the murine gammaherpesvirus 68 genome as an infectious bacterial artificial chromosome. J. Virol. 74, 6964–6974 (2000).
B. Machiels, P. G. Stevenson, A. Vanderplasschen, L. Gillet, A gammaherpesvirus uses alternative splicing to regulate its tropism and its sensitivity to neutralization. PLOS Pathog. 9, e1003753 (2013).
P. Di Tommaso, M. Chatzou, E. W. Floden, P. P. Barja, E. Palumbo, C. Notredame, Nextflow enables reproducible computational workflows. Nat. Biotechnol. 35, 316–319 (2017).
M. I. Love, W. Huber, S. Anders, Moderated estimation of fold change and dispersion for RNA-seq data with DESeq2. Genome Biol. 15, 550 (2014).
W. Huber, A. Von Heydebreck, H. Sültmann, A. Poustka, M. Vingron, Variance stabilization applied to microarray data calibration and to the quantification of differential expression. Bioinformatics 18, S96–S104 (2002).
T. Stuart, A. Butler, P. Hoffman, C. Hafemeister, E. Papalexi, W. M. Mauck, Y. Hao, M. Stoeckius, P. Smibert, R. Satija, Comprehensive integration of single-cell data. Cell 177, 1888–1902.e21 (2019).
D. Aran, A. P. Looney, L. Liu, E. Wu, V. Fong, A. Hsu, S. Chak, R. P. Naikawadi, P. J. Wolters, A. R. Abate, A. J. Butte, M. Bhattacharya, Reference-based analysis of lung single-cell sequencing reveals a transitional profibrotic macrophage. Nat. Immunol. 20, 163–172 (2019).
L. Spinelli, S. Carpentier, F. Montanana Sanchis, M. Dalod, T. P. Vu Manh, BubbleGUM: Automatic extraction of phenotype molecular signatures and comprehensive visualization of multiple gene set enrichment analyses. BMC Genomics 16, 814 (2015).
J. Bonnardel, W. T’Jonck, D. Gaublomme, R. Browaeys, C. L. Scott, L. Martens, B. Vanneste, S. De Prijck, S. A. Nedospasov, A. Kremer, E. Van Hamme, P. Borghgraef, W. Toussaint, P. De Bleser, I. Mannaerts, A. Beschin, L. A. van Grunsven, B. N. Lambrecht, T. Taghon, S. Lippens, D. Elewaut, Y. Saeys, M. Guilliams, Stellate cells, hepatocytes, and endothelial cells imprint the kupffer cell identity on monocytes colonizing the liver macrophage niche. Immunity 51, 638–654.e9 (2019).
Z. Gu, L. Gu, R. Eils, M. Schlesner, B. Brors, Circlize implements and enhances circular visualization in R. Bioinformatics 30, 2811–2812 (2014).
